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在日常科研中，我们经常要对实验动物进行麻醉，从而建立各种动物模型，以便于在整体上验证疾病发生机制和药物的作用机制。

小编在既往的推文中也提到了多种动物模型的建立方法，如下：

什么？2分钟完成心梗模型，还不需要呼吸机？

导师，我会做“主动脉弓缩窄模型”！(附视频)

来了，肾脏缺血再灌注模型! (附视频)

干货 → 制作“大鼠动脉粥样硬化模型”！

动物采血技术（附视频）

糖尿病动物模型大汇总！

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事实上，良好、稳定、低死亡率的麻醉是动物实验必不可少的环节。优化麻醉药的种类和剂量，有时能起到非常好的实验效果。所以今天就来聊聊动物实验麻醉环节。

大家都知道动物实验有著名的 3R原则（替代、减少、优化），这一点贯穿于整个动物实验中，麻醉环节当然也是必不可少的，希望大家在每个环节都能多多考虑。

麻醉前的准备工作是很重要的，包含 麻醉药种类、麻醉药浓度、注射剂量、注射方式、动物体重（禁食后）、动物体温等。这些因素均会影响麻醉效果。

首先，提供一张表格给大家参考，表格来自中日友好中医院病理主任潘林老师编写的《实验病理学技术图鉴》，有兴趣的可以买来阅读一下，非常实用。

表格中基本囊括了常用的麻醉药种类、注射剂量等。但是，大家也要根据自己的实际情况来确定，切记不可照搬照套，动物实验批次差异实在太大，并且上表未提及药物浓度。 以下就一些注意事项作说明。

1. 麻醉药种类和浓度

（1） 对于胸腔手术而言，必然要使用呼吸机，手术结束后动物恢复自主呼吸是很关键的。常规麻醉药均能一定程度的抑制呼吸作用，高剂量时这种效应尤其明显，最后动物可能难以脱机或脱机后死亡。因此，对于胸腔手术如而言，比较好的快速麻醉药是合适浓度的戊巴比妥钠。不推荐使用水合氯醛，因为它的麻醉效果相对较慢，且动物口鼻分泌物较多，易出现呼吸困难。 推荐一个戊巴比妥钠浓度：兔3%，大鼠3%，小鼠0.3%，剂量来自国家实验动物资源数据中心。此时动物进入麻醉时间在5min左右，麻醉维持时间在45-60min。

（2） 对于腹腔手术、大脑手术而言，因为手术方式不会直接影响心肺功能，问题就简单很多了。以上表格中的多种麻醉药均可使用。

（3） 事实上，现在越来越多的实验室拥有气体麻醉装置了。持续的、适宜浓度气麻适用于大多数动物实验手术，药物毒理干扰小，麻醉效果稳定，且动物苏醒块，价格也不算贵。只是每次乙醚用量大，一定程度限制了气麻机的使用。

2. 麻药注射手法

腹腔注射最主要的就是要针头进入动物腹腔后，一定要注意回抽，否则极易将麻药打到动物的胃肠道，引起胃肠道麻痹胀气，动物常因此无法进入麻醉状态，甚至死亡。腹腔注射第二个问题是专门针对小鼠的，药液的体积过大会给小鼠带来很大的体液负担，术后如无速尿辅助，小鼠可能死亡。

静脉注射一般采用鼠尾静脉或兔耳缘静脉注射。正确找到注射的静脉是很关键的。其次就是，当采用体重计算麻药用量后，切不可匆忙注射，静脉注射必须缓慢进行，一定要边注射边观察动物的反应，如肌肉紧张度、角膜反应、抓捏反应等。（下图为鼠尾部血管分布示意图）

3. 动物体温

既往，很多人没能重视体温对于动物的重要性，动物在麻醉后、手术中、手术后的体温与动物死亡率密切相关，冬季天冷时尤其如此。老外们特别重视在手术前后监测动物的肛温，动物温度不对，绝不开始手术。如果你的实验室有电热毯和测量动物肛温的仪器，非常建议将其应运用整个麻醉和手术过程中。 在撰写文章时，将这些内容写进去，会给编辑留下较好的印象。

动物正常肛温参考：大鼠37.5℃、小鼠 37.5℃、家兔 39.5℃、豚鼠 39.5℃、猪 39.0℃、猴 39.0℃。

4. 禁食禁水？

实验前，动物应禁食禁水。其目的是防止动物胃肠道胀气、呼吸道分泌物过多，常见的实验动物先天性无呛咳反应，倒是不用担心异物吸入。禁食禁水也更方便我们在麻醉前准备称量动物体重，此时麻醉用量更为准确。术前一天晚上开始禁食禁水，对于大动物而言，禁食至少要达到10-12小时。一个特别的例子是糖尿病动物模型。这类模型在禁食禁水后容易暴躁发怒，不易抓取。因此要做好防护，正确抓取动物。

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